Montaje biotopo: Aphanius vladykovi- Boldaji (Irán)

A. vladikovi, Cheghakhor

Montaje biotopo: Aphanius vladykovi – Boldaji (Irán)

Aphanius vladykovi, pareja. Neli Martín. Der. Res.

© Neli Martín. Der. Res.

 

El humedal de Cheghakor se encuentra en la parte alta de la cuenca del río Karun, próximo a la ciudad de Boldaji, alimentado por pequeños cursos que proceden principalmente de la cordillera de Zagros. A unos ocho Km. encontramos el humedal de Gandoman. Ambos presentan grandes similitudes y serán nuestras zonas de referencia pues nuestra especie puebla toda esta limitada zona (Marquesina: Lago Cheghakhor, Boldaji, 2200msnm, estación cálida y seca, detalle imagen de Fariba Kazemian. Der. Res.)

Situación:

 

GandomanA falta de imágenes del humedal de Cheghakor usaremos como referencia el vecino humedal de Gandoman  en la temporada de primavera-otoño, lugar en el que también está presente nuestra especie.

(Imágen Der.: Parbaneh. Fuente)

(Abajo Izq, Gandoman en verano)

Un contraste del que ahora hablaremos.

 

Humedal de Gandoman La baja e irregular pluviosidad (50Cm/año) y la alta evaporación estival hace que sus arroyos sean a menudo temporales en una región en que predominan tanto la estepa como el semidesierto. La zona está sometida a un clima continental de estaciones definidas que proporciona nevadas invernales en las cumbres para pasar al deshielo que alimenta el lago y una fuerte estivación en verano que puede secar la mayoría de cursos y reducir considerablemente la superficie inundada. Esto hace aumentar tanto la temperatura del agua hasta los 32ºC como sus parámetros fisioquímicos (pH, GH y conductividad) frente a las bajas temperaturas invernales.

Tal variabilidad ha dado lugar a una especie muy robusta y tolerante a los cambios bruscos. Este biotopo se encuentra a 2200msnm.

 

 

icono_BIODurante la estación húmeda las orillas se cubren de hierba. La ausencia de árboles y la escasa presencia de arbustos explican la ausencia de ramas, raíces y hojarasca en el lecho. Grandes juncales dan cobijo temporal en las zonas limítrofes y aparecen Myriophyllum sp. y Potamogeton sp. (Esp. sin determinar) como macrófitas en las que realizan el desove, aunque las verdaderas protagonistas vegetales aquí son las grandes masas de algas filamentosas de las que también se alimentan.

Macrofitas y filamentosas

 

Se han encontrado en su sistema digestivo Daphnia sp., Cyclops sp. quironómidos, dípteros, Diaptomus sp. y gamáridos de los que se alimentan principalmente en primavera, así como huevos de moluscos y algas filamentosas. Estos datos nos dan una idea de la fauna y flora presente en la zona aunque no dispongamos de datos de las especies en concreto.

(Imagen: Gandoman. Behin Nazemroaya. Recorte. Fuente.)

 

Aphanius vladykovi (Coad, 1988)

(Breve resumen, recomendable ver documento original en los créditos a pie de párrafo)

 

icono_BIOCiprinodóntido vivíparo que forma parte del complejo A. sophiae y A. dispar cuyas especies están genéticamente aisladas y diferenciadas.

 

Dimorfismo sexual: El color, la cabeza y el cuerpo, longitudes de aleta, y la forma del pedúnculo caudal (Coad). Las hembras alcanzan tallas mayores que los machos: 76 mm frente a 58 mm de longitud total (Keivany y Soofiani)

Distribución: Esta especie se encuentra cerca Boldaji y en el humedal de Chaghakor en la parte alta de la cuenca del río Karún. Abdoli (2000) indica su presencia en un mapa en los tramos superiores del río Marún y el río Khersan (Este último en la cuenca Karún).

Longevidad: Keivany y Soofiani describen que la edad máxima es de más de 2 años.

Reproducción: Los machos maduros persiguen a la hembra en el acuario, empujándola a un rincón, mostrando las aletas pectorales y temblando. Sucesivas puestas que pueden sumar entre 73 y 110 huevos en una temporada. El tamaño de los huevos maduros fue de 0,8 a 1,2 mm. Los huevos son adhesivos y fijados a las plantas en pequeños lotes de 3 a 30. A principios de abril fue el pico de desove. Los huevos eclosionaron en 9-13 días a 21-22ºC. Forman bancos mixtos en los que predominan las hembras.

Datos climáticos y fisioquímica de las aguas: Esta especie de distribución limitada pero dispersa se enfrenta a súbitos cambios en cuanto a dureza y pH del agua en función de las bruscas crecidas y posterior desecación de sus biotopos, provocadas por un clima continental con una amplitud térmica anual-diaria considerable que se ve incrementada por la escasa columna de agua que raramente supera el metro de profundidad. Esto se traduce en una gran adaptibilidad (Ha sido de los pocos casos en que en el inmediato momento de introducirlos al acuario se lanzaron a devorar las partículas en suspensión…)

pH: 6.5-9.0

Conductividad: 0.2-280 mS.

Temperatura (Mantenimiento): 21-33ºC. Probablemente la temperatura óptima para la especie es de 21-24 ° C. (Carezco de datos sobre las mínimas invernales pero algunos compañeros los mantienen en exterior bajo una capa de hielo en invierno)

 

Fuente: "Freshwater fishes of iran" Brian Coad 

 

 

icono_GEO Erosión cordillera ZagrosLas cadenas montañosas de la periferia son anticlinales compuestas de piedra caliza del Mioceno.

La erosión de la cordillera de Zagros aportó fundamentalmente calizas y en menor medida margas y evaporitas del Mioceno, mucho más duras. Esto proporciona al lecho su condición de lodoso y salpicado de guijarros de naturaleza calcárea lo que proporciona cierta turbidez a las aguas y determina su naturaleza fisioquímica siendo estas duras y alcalinas (Der. Acción erosiva del agua. CNES. CCBYSA3.0)

La insolubilidad y dureza de las aristas de Zagros ha supuesto una barrera infranqueable que determinó el aislamiento y la subespeciación de los peces que aquí tratamos.

 

Textos RCG.CCBYSA3.0
Fuente (Entre otras):"Freshwater fishes of iran" Brian Coad 

 

icono_tecAteniéndonos a la talla adulta deberemos partir de un tanque de no menos de 60l. De disponer de diferentes opciones, daremos prioridad a la superficie respecto a la columna de agua.

 

Objetivos

 

Tan solo me voy a centrar en la reproducción del biotopo y no la de los peces aunque esto último será poco menos que imprescindible para confirmar que lo hemos hecho bien.

Cuando el objetivo es la cría de esta especie, se recurre a instalaciones semiestériles y se suele prescindir de sustrato alguno prestando especial atención al tamponado del agua y un sustrato de puesta sintético de fácil manipulación para extraer los huevos (La mopa de lana acrílica ha dado buen resultado con esta especie) No va a ser este el caso… pues pretendo una reproducción espontánea con la esperanza de que las masas de alga filamentosa proporcionen tanto cobijo como alimento (Infusorios)

 

Reproducción del biotopo

 

Sustrato: Como ya comentamos en su tema, el uso de arcillas o sustratos lodosos plantea serios problemas y en este caso además, a causa del filtro de placa o de fondo es inviable. Ateniéndonos a ambas exigencias lo más propio es recurrir a arcillas sólidas como la akadama que deberemos saturar previamente para evitar una acidificación inicial. (Tampoco va a ser el caso, pues se adelantó la llegada de los peces y tuve que dejar un sustrato de gravilla inerte). En la imagen inferior, gravilla calcárea de granulometría variada, candidata ideal para este montaje. De ser homogénea perdería naturalidad.

 

Guijarros calcáreosRocas: Numerosas referencias indican la presencia de rocas y guijarros de naturaleza calcárea en los biotopos de origen.

Al margen del rigor a la hora de naturalizar coherentemente el biotopo, supondrán un elemento necesario que actuará de tampón químico alcalinizando el pH (Subirá el KH) y aumentando la conductividad hasta los valores requeridos.

También encontramos algunas referencias a la forma (Cantos rodados) en biotopos fluviales pero aquí al tratarse de un humedal no sometido a corrientes tal vez sería más propio escoger rocas poco erosionadas.

Elementos de origen vegetal: No se menciona la presencia de raíces, ramas ni restos de hojas dada la aridez del entorno. Tampoco correremos el riesgo de añadir ácidos que dificulten el tamponado del pH en valores altos.

 

Potamogeton pectinatusPlantas (Macrófitas): Por simple morfología, plantaremos algún rizoma de Potamogeton pectinatus (Imagen Der.) dado que desconocemos la especie de origen, nos atendremos a la morfología que presentan las de las imágenes consultadas.

Tal vez de conseguirlo, plantemos algún miriófilo.

En este caso y a tenor de las descripciones, nos centraremos en las algas filamentosas que fomentaremos a base de una iluminación moderada y descompensando la relación nitrato-fosfato a favor del segundo.

 

 

Acuariotecnia

 

icono_tecAquí recurro a un tanque de batería compartimentado por mera disponibilidad pero la presencia de un filtro de laberinto con colector en placa de fondo es meramente circunstancial y en absoluto necesario.

Filtro refugio, colector biológico

© RCG. Zootecnia doméstica. CCBYSA3.0

 

Diagrama de flujos

© Zootecnia doméstica. Der. Res.

Filtración: Ya hemos comentado que en este caso puntual trabajaremos con un filtro de placas que deriva a laberinto. Lo más habitual en estos montajes de pequeño tamaño para ciprinodóntidos es el uso de filtro de caja, de esponja, pequeños filtros de cascada previniendo la absorción de alevines e incluso filtros interiores accionados por bomba de bajo caudal.

El material filtrante aquí limitará a una filtración mecánica en laberinto tras pasar por la placa de gran actividad biológica. Tal vez, de no alcanzar los valores fisioquímicos del agua, añadamos hueso de jibia (Sepia) o cualquier otro tampón al laberinto (Filtración química)

Calefacción: No procede, al menos en la estancia en la que se encuentra el acuario.

Refrigeración: Tampoco será necesaria ateniéndonos a mínimas que oscilarán en invierno los 15ºC y máximas estivales de unos 28-30ºC.

 

Compacta en acuario

© RCG. CCBYSA3.0

Iluminación: Tras las debidas pruebas en su día, optaré por una compacta LED que me dio muy buenos resultados con las plantas y posteriormente las algas filamentosas (Tras un desequilibrio)

Imagen derecha: Lámpara compacta 6w. 84 SMD LED 3528.

Pese a su bajo consumo fomentó un crecimiento exhuberante incluso en especies delicadas y de alta exigencia de luz como algunas tapizantes.

Tapas: Es imprescindible el uso de tapas en acuarios de ciprinodóntidos por su conocida capacidad para saltar. Me confirman que los peces del géneroAphanius no son una excepción.

 

El montaje

Acuario biotopo A. vladikovi

© RCG. Zootecnia doméstica. CCBYSA3.0

 

icono_tecEste es el aspecto que presenta el acuario acabado de configurar y partiendo de un tanque con una alta población de algas filamentosas. Cabe destacar de nuevo que el sustrato debiera ser arcilloso o en su defecto y a causa del filtro de placas de akadama granulada pero las prisas en la recepción de los peces lo impidieron. Cantos de naturaleza caliza proporcionan estabilidad en los parámetros del agua.

Configuración biotopo A. vladikovi

© RCG. Zootecnia doméstica. CCBYSA3.0

 

Como únicas plantas algún pequeño brote de Chara vulgaris y Potamogeton pectinatus recolectados y cumplida previamente la cuarentena. Podemos encontrar aún algún resto de Riccia fluitans del montaje anterior. Planorbarius corneus se encargan de la limpieza y es que no debemos confundir limpieza con esterilidad o “aridez”: Esas paredes no están sucias sino vivas y son la clave del biotopo. El control de población de caracoles será fácil pues A. vladykovi depreda las puestas.

Actualmente un macho y dos hembras juveniles de Aphanius vladykovi a la espera de introducir los alevines que mantenemos en el tanque de engorde.

 

Riccia, lemna, A. vladikovi

© RCG. Zootecnia doméstica. CCBYSA3.0

Una foto en detalle de la masa flotante de algas invadiendo la riccia y ganando la batalla a Lemna minor. Un microcosmos de gran valor como medio de puesta de los huevos y que debiera sacar adelante a las crías eclosionadas protegiéndolas y alimentándolas con infusorios. Esto habrá que constatarlo…

Los valores de temperatura rondan los 20-24ºC que reduciremos a unos 13-15ºC en riguroso invierno. pH de 8 y dGH 16. Un fotoperíodo actual de 12/12h (Septiembre) que también acortaremos conforme llegue el invierno y dilataremos progresivamente ya en primavera.

 

 

ANEXO (Información complementaria):

 

MANIPULACIÓN Y CRÍA: Recepción, adaptación, incubación y engorde de los ejemplares

 

No podía dejar pasar la oportunidad que me brindó el compañero Marneus, enviándome desinteresadamente tanto juveniles como huevos, para documentar brevemente el envío, adaptación de los juveniles e incubación de los huevos.

Recibí en un solo paquete debidamente protegido frente a los impactos, pero sin plastificar para una correcta ventilación, dos envases. En un pequeño recipiente cerrado llegaron los huevos que debían oxigenarse rápidamente.

A. vladikovi, transporte huevos

© RCG. CCBYSA3.0

A. vladikovi, transporte adultos

© RCG. Zootecnia doméstica. CCBYSA3.0

 

 

 

 

 

 

El otro? Una pequeña maravilla que nos proporcionan los nuevos materiales fruto de la investigación espacial y militar. Las “bolsas pulmón” o “breathing bags”, conocidas por su marca comercial “Kordon”, cuya membrana permite la transferencia de moléculas de gas a través de la pared de plástico de la bolsa, dióxido de carbono y oxígeno en particular sin que por ello pierdan agua. Mientras haya una atmósfera respirable fuera de la bolsa, los organismos no se quedarán sin oxígeno.

 

Adaptación peces juveniles

Método tradicional de goteo. En este caso con un gotero o vía sanitaria a razón de 1gota/s. con agua del nuevo tanque. En dos o tres horas hemos triplicado el volumen de agua en que llegaron. Entraron a su nuevo acuario comiendo, algo que he podido ver en pocas ocasiones.

 

Incubación

Incubacion killis

© RCG. Zootecnia doméstica. CCBYSA3.0

La incubación puede durar unos 10-14 días. Se suele realizar en un pequeño recipiente al que habrá que cambiarle un 50% Mín. del agua diariamente, que previamente convendrá oxigenar.

La naturaleza del agua en este caso es la misma de su futuro tanque pero sin proceder de el para evitar brotes de hongos.

Lo primero que apreciaremos poco antes de cumplir la semana serán los ojos. Pocas horas antes de eclosionar podemos observar al alevín desarrollado dotado ya de unos enormes ojos (Disculpad la imagen de la derecha pero el macro no me da para más)

En justa compensación, magnífica imagen de un embrión desarrollado de A. vladykovi fotografiado por Neli Martín:

Aphanius vladykovi, embrión. Neli Martín. Der. Res.

© Neli Martín. Der. Res.

 

Preparando el primer alimento de los alevines eclosionados

Mantengo permanentemente (Esta tiene ya año y medio) alguna bandeja de musgos e infusorios con el fin de conservarlos ante cualquier urgencia. Tan solo me exige un poco de luz e ir añadiendo agua conforme se evapora. En este caso, la bandeja está plagada de algas filamentosas que cubren los brotes de musgo en clara competencia: Una reserva de infusorios considerable que además cuenta con algunos Planorbarius corneus para producir mayor variedad.

Cultivo infusorios

© RCG. Zootecnia doméstica. CCBYSA3.0

 

En la imagen, dos cultivos “con solera” a la espera de que eclosionen los huevos que apenas pueden apreciarse en el vaso.

 

Eclosión

Eclosión killis

© RCG. Zootecnia doméstica. CCBYSA3.0

A las pocas horas de realizar las fotos anteriores los cinco huevos eclosionaron con un lapso entre el primero y el último de unas 12 h. Permanecen en el fondo reabsorbiendo el saco vitelino del que se nutren aunque tienen la capacidad de realizar un pequeño y errático desplazamiento en caso de emergencia. Dado que fueron recolectados de mopa y tuvieron que afrontar un largo viaje, desconozco el período exacto de incubación aunque corresponde al estimado por el compañero Marneus, que ronda los 12 días.

 

Engorde

Por fin le daremos uso a ese cultivo desamparado que por costumbre y sin esfuerzo alguno mantengo a la espera de casos como este. Su primer acuario será una caja de ordenación de tan solo cinco litros, sin filtro ni equipamiento y nueva a estrenar pero rebosante de vida microscópica. La llenaremos de agua reposada con los mismos parámetros del tanque definitivo y cuyo sustrato será ese lecho de musgos y filamentosas.

Engorde killis

© RCG. Zootecnia doméstica. CCBYSA3.0

 

El problema que tiene trabajar con cultivos microscópicos es ese: No los vemos. Una manera de cerciorarse de la presencia de infusorios sin la ayuda del microscopio es permitir que la luz incida en una esquina. Los alevines se concentran en ella, señal de que abunda el alimento. Cada 3-4 días, rotaremos el recipiente 180º o iluminaremos su extremo opuesto para verificar su presencia. Los cambios de agua se harán aspirando del extremo opuesto muy lentamente (Gotero) y a media altura de la columna de agua.

Otra opción muy recurrida es la alimentación inicial con nauplios de artemia. Aquí podemos observar un alevín de diez días y un nauplio que nos da la referencia de escala:

A. vladykovi, 10 días. Neli Martín. Der. Res.

© Neli Martín. Der. Res.

Pasadas 2-4 semanas, ya podremos alimentar con microgusano y el siguiente paso serán las comidas comerciales congeladas y en polvo para complementar la dieta.

NOTA: Fuentes solventes (SEK) me advierten de la necesidad de separarlos por tamaños pues la depredación en medios reducidos como los acuarios es frecuente (Gracias!)

 

 

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